НОВОСТИ    БИБЛИОТЕКА    ССЫЛКИ    О САЙТЕ





предыдущая главасодержаниеследующая глава

2. Изучение водорослей

Изучение водорослей обязательно требует применения микроскопа и ведется с соблюдением обычных правил микроскопирования, на которых мы не будем здесь останавливаться, ограничившись указанием некоторых приемов исследования, имеющих в данном случае особо важное значение. Заметим только, что крайне желательной является зарисовка, которую лучше производить, пользуясь рисовальным аппаратом или рисовальным окуляром. Необходимо также измерять объекты, без чего их определение вообще невозможно, так как размеры являются у водорослей важным систематическим признаком.

Для измерения организмов под микроскопом применяется измерительный окуляр (так называемый окуляр-микрометр), содержащий измерительную линейку. Предварительно нужно узнать цену делений этой линейки, что достигается следующим образом. В тубус микроскопа вставляется измерительный окуляр, а на предметный столик помещается объект-микрометр. Последний представляет собой обычное предметное стекло, заключающее линейку, длина которой равна 1 мм. Линейка поделена на 100 частей, так что каждая часть равняется 0,01 мм. Для того, чтобы узнать чему, при данном увеличении, равно одно деление измерительной линейки окуляра, следует установить соответствие между делениями (штрихами) измерительной линейки окуляра и объект-микрометра. Допустим, например, что 10 делений окуляр-микрометра совпадает с 5 делениями объект-микрометра (т. е. равно 0,05 мм). Стало быть одно деление измерительной линейки окуляра равняется

0,05 мм = 0,005 мм = 5 μ.
10

Такое вычисление нужно производить для каждого объектива по крайней мере 3-4 раза, чтобы взять среднее из них, после чего составляются измерительные таблицы, в которых указывается, какому количеству микронов равно при разных объективах то или иное число делений окуляр-микрометра. В дальнейшем, производя с помощью измерительного окуляра измерение, объекта, мы, пользуясь этими таблицами, сразу выражаем размеры в микронах. Измерение, а также установление цены делений измерительной линейки окуляра, следует производить при тубусе микроскопа, выдвинутом на 160 мм.

Определение цены делений измерительного окуляра с помощью объект-микрометра наиболее удобно и дает точные цифры. Однако объект-микрометра может и не оказаться в наличии. В этом случае цену делений окулярного микрометра с достаточной степенью точности можно определить по одному из следующих методов*.

* (Эти методы проверены одним из авторов (М. М. Голлербахом) и признаны вполне пригодными, так как дают расхождение лишь в десятых долях микрона.)

1. Определение цены делений окуляр-микрометра с помощью рисовального прибора. Используется обычный рисовальный аппарат, применяемый для зарисовки объектов с микроскопом (например, выпускаемый заводом "Прогресс" под маркой РА-1). Этот прибор состоит из откидного барабана с призмой и горизонтальной штанги с зеркалом. Основные требования заключаются в том. чтобы рисовальный столик, помещаемый справа от микроскопа с листом бумаги (успешно заменяется стопкой книг), был взят надлежащей высоты. А именно, расстояние листа бумаги для зарисовки от глаза должно составлять 250 мм (расстояние лучшего видения)*, т. е. бумага должна быть на такой высоте, чтобы сумма расстояний от середины линзы окуляра до середины зеркала и от верхней поверхности линзы окуляра до бумаги для зарисовки составляла 250 мм. При этих условиях изображение объекта, зарисованное на бумаге с помощью рисовального аппарата, будет по масштабу соответствовать увеличению микроскопа: при объективе 10 и окуляре 10× увеличение будет в 100 раз, а при объективе 40 и окуляре 10× - 400 раз**.

* (Тубус микроскопа обязательно должен быть выдвинут до черты в 160 мм.)

** (Следует иметь в виду, что определение увеличения микроскопа путем умножения номера объектива на номер окуляра применимо только к современным микроскопам, в которых эти цифры обозначают собственное увеличение объектива и окуляра. В старых микроскопах иностранных фирм соответственно даются условные номера, а увеличение узнается по фирменной табличке, приложенной к микроскопу, или с помощью объект-микрометра.)

При соблюдении этих условий, цена делений окуляр-микрометра определяется следующим образом. Приготовляют обычный микроскопический препарат какого-нибудь объекта, имеющего четкие контуры (например, волос в капле воды под покровным стеклышком), и с помощью рисовального прибора двумя линиями отмечают его ширину на бумаге, применив малое увеличение, например, объектив 10 и окуляр 10× (следовательно при увеличении в 100 раз). Отмеченную на бумаге ширину волоса измеряют обычной миллиметровой линейкой с точностью до 0,5 мм (последнее - на глаз). Полученную величину переводят в микроны (1 мм = 1000 μ) и делят на примененное увеличение (в данном случае на 100). Это дает истинную величину объекта в микронах. Тогда заменяют обычный окуляр па Измерительный и смотрят в микроскоп, сколько делений окуляр-микрометра укладывается в ширине того же объекта. Наконец, делят первую величину на вторую и получают цену одного деления окуляр-микрометра. Ту же процедуру повторяют и для других объективов. Обычный набор объективов - 10 (или 8), 40 и 90 (масляная иммерсия).

Приведем примеры.

Для объектива 10 при окуляре 10× (т. е. при увеличении в 100 раз) изображение ширины волоса = 8,5 мм или 8500 μ. Следовательно, истинная ширина волоса 8500/100 = 85 μ. При замене простого окуляра измерительным, находим, что по ширине волоса укладывается 5 делений окуляр-микрометра. Тогда

1 деление окуляр-микрометра = 85 = 17 μ.
5

Аналогично для объектива 40 при окуляре 10× (т. е. при увеличении в 400 раз) было найдено:

ширина изображения волоса = 33 мм или 33000 μ;
истинная ширина волоса = 33000 = 82,5 μ;
400
количество делений окуляр-микрометра по ширине волоса = 20;
1 деление окуляр-микрометра = 82,5 = 4,1 μ.
20

2. Определение цены делений окуляр-микрометра с помощью окулярного измерительного стеклышка. Этот метод осуществим при наличии двух окуляр-микрометров. Один из них развинчивается и из него берется вложенное внутрь стеклышко с нанесенной шкалой. При помощи обычной лупы и циркуля нужно проверить, что шкала на стеклышке состоит из миллиметров, поделенных каждый на 10 частей. Это значит, что каждое деление на нем равно 100 μ. Стеклышко кладут на предметное стекло, шкалой вверх, и используют как обычный объект-микрометр. Приведем пример.

Для объектива 10:

47 делений окуляр-микрометра = 8 делениям объекта = 800 μ;

1 деление " = 800 = 17 μ.
47

Для объектива 40:

48 делений окуляр-микрометра = 2 делениям объекта = 200 μ;

1 деление " " = 200 = 4,1 μ.
48

При использовании этого метода необходимо только учесть, что линии шкалы окулярного измерительного стеклышка, рассматриваемые в микроскоп, кажутся очень толстыми и грубыми. Поэтому, когда на них накладываются тонкие линии шкалы окуляр-микрометра, нужно стараться ориентировать последние как можно точнее посредине этих грубых линий. В противном случае легко допустить большую погрешность в отсчетах.

3. Определение цены делений окуляр-микрометра с помощью счетной камеры. В оборудовании микробиологических лабораторий обычным прибором является счетная камера (главным образом системы Тома), которая с успехом может заменить объект-микрометр. Она состоит из толстого предметного стекла, особым образом шлифованного, в центре которого имеется площадь в 1 мм2, разграфленная сеткой из 20 делений по каждой стороне. Следовательно, цена одного деления по стороне квадрата равна здесь 50 μ. Эта сетка используется как объект-микрометр. Приведем пример.

Для объектива 10:

3 деления окуляр-микрометра = 1 делению счетной пластинки = 50 μ;

1 деление " " = 50 = 16,6 μ.
3

Для объектива 40:

12 делений окуляр-микрометра = 1 делению счетной пластинки = 50 μ;

1 деление " " = 50 = 4,1 μ.
12

4. Определение цены делений окуляр-микрометра с помощью миллиметровой бумаги. При использовании в качестве эталона обычной миллиметровой бумаги необходимо учесть, что при рассматривании ее в микроскоп даже при малом увеличении (100 раз) шкала окуляр-микрометра в большинстве случаев не охватывает целого миллиметра. Поэтому бумагу необходимо дополнительно разграфить остро отточенным карандашом на небольшом пространстве в одном направлении, ориентируя линии приблизительно посредине каждого миллиметра. Тогда, рассматривая такой разграфленный участок бумаги в микроскоп, с помощью окуляр-микрометра можно в два приема измерить весь миллиметр. Естественно, что линии бумаги кажутся в микроскоп очень толстыми и грубыми, так что здесь особенно важно точно накладывать линии шкалы окуляра посредине этих толстых линий. Приведем пример.

Для объектива 10:

58 делений окуляр-микрометра = 1 мм = 1000 μ;

1 деление " " = 1000 = 17,2 μ.
58

Для объектива 40 непосредственно применить миллиметровую бумагу не удается и нужно прибегнуть к окольному пути. А именно, измеряем при малом увеличении какой-нибудь объект, например, тот же волос. Находим, что его ширина равна 5 делениям окуляр-микрометра, т. е., отбрасывая десятые доли микрона, 5×17 = 85 μ. Далее измеряем его же при объективе 40 и находим, что в ширине волоса в этом случае укладывается 20 делений окуляр-микрометра. Отсюда легко узнать, что при объективе 40:

1 деление окуляр-микрометра = 85 = 4,2 μ*.
20

* (Все вышеприведенные расчеты не являются вымышленными примерами, а представляют собой действительные определения. Насколько они точны показывает то, что проверка с помощью объект-микрометра дала для того же окуляр-микрометра следующие цифры:

при объективе 10 цена деления окуляр-микрометра = 16,8 μ;

при объективе 40 - соответственно 4,3 μ.

Как видно, расхождения в цифрах совершенно незначительны, тем более, что десятые доли микрона, особенно при малых увеличениях, обычно отбрасываются. Наконец, напомним, что этими цифрами нельзя пользоваться как готовыми, а для каждого отдельного микроскопа их нужно устанавливать отдельно.)

5. Измерение микроскопических объектов при отсутствии оптических измерительных линеек. Наконец, если под рукой нет ни одного из указанных выше оптических измерительных приспособлений, то при наличии рисовального прибора измерение микроскопических объектов все же возможно, как это было показано при описании первого метода, где данный прием служил вспомогательным средством для оценки величины делений окуляр-микрометра. При правильном расположении бумаги, когда масштаб изображаемого объекта соответствует увеличению микроскопа, мы можем заменять измерение объекта измерением его изображения в миллиметрах, переводя их далее в микроны. Неудобство этого приема состоит лишь в том, что здесь каждый объект, подлежащий измерению, требует нанесения его контуров на бумагу с помощью рисовального прибора.

При изучении проб водорослей рекомендуется, не ограничиваясь перечислением найденных видов, указывать также, насколько часто встречается та или иная форма. Для точного количественного учета применяются специальные методы, начиная от сбора проб и кончая подсчетом организмов, требующим особой аппаратуры (например, счетной пластинки)*. Поэтому при флористических исследованиях нередко приходится довольствоваться определением частоты встречаемости на-глаз, пользуясь, например, следующими обозначениями (баллами): rrr - единично (очень, очень редко), rr - мало (очень редко), r - небольшие количество (rаrе = редко), + заметное количество, с - значительное количество (copiose - обильно), сс - большое количество (очень много), ссс - очень большое количество (очень, очень много), ∼ - масса ("цветение воды").

* (Изложение методов количественного учета планктона см. в литературе.)

Водоросли можно изучать в живом и фиксированном состоянии. Следует принять за общее правило желательность исследования живого материала, причем по возможности вскоре после его сбора*. Для некоторых водорослей этот метод является основным, так как при обычной фиксации формалином (см. ниже) они настолько деформируются, что оказываются неопределимыми (многие водоросли монадной структуры), более же тонкие способы фиксации, разработанные для цитологических исследований, в практике работы по систематике водорослей не находят себе широкого применения**. Однако очень многие формы настолько хорошо сохраняются в фиксированном виде, что их можно исследовать столь же успешно, как и в живом состоянии. Иногда, вместо фиксации, материал подсушивается (см. ниже). Наконец, некоторые группы, в систематике которых ведущее значение имеет строение оболочки (например, диатомовые), требуют для точного определения видов специальных методов обработки, связанных с уничтожением содержимого клеток. Эти специфические для отдельных групп методы исследования будут описаны в соответствующих выпусках "Определителя" и мы не станем на них здесь останавливаться.

* (О способах длительного сохранения водорослей в лаборатории в живом состоянии см. ниже.)

** (Давая представление о деталях строения клетки, они часто не сохраняют весь организм настолько неизменным, чтобы он мог быть определен, и являются поэтому лишь дополнением к исследованию живого материала, почему мы их здесь и не рассматриваем. Изложение общих сведений но микроскопической технике можно найти, например, в книге: Н. А. Наумов. Методы микроскопических исследований в фитопатологии. Сельхозгиз, 1932.)

Наиболее целесообразным является следующий порядок изучения пробы. Сначала она просматривается в живом состоянии с обращением особого внимания на формы, которые при последующей фиксации могут деформироваться. Далее, если обработка материала не может быть в короткий срок доведена до конца, проба фиксируется формалином, как указано ниже (см. ниже), в каковом виде может сохраняться неопределенно долго. Что же касается диатомовых водорослей, то их исследование ведется параллельно особыми методами.

Для микроскопического изучения живых водорослей следует изготовлять препараты, в которых в качестве включающей жидкости используется природная вода, являвшаяся средой обитания данных водорослей. Если водоросли обитают вне воды, - берется обычная водопроводная вода или сильно оводненный глицерин. Серьезным препятствием для исследования водорослей монадцой структуры служит их подвижность. Однако движение это замедляется и, наконец, приостанавливается при подсыхании препарата, часто еще до того, как они начинают разрушаться. Иногда бывает полезным поместить материал в каплю не слишком густого раствора чистого гумми-арабика, вишневого или айвового клея: в вязкой среде движение замедляется. Наконец, для измерения подвижных объектов рекомендуется, параллельно с изучением живого материала, фиксировать их тут же в препарате (см. ниже) прибавлением фиксаторов, не изменяющих размеров и формы клетки. Хорошие результаты в этом отношении дает раствор иода в иодистом кали (раствор Люголя).

Если проба не богата водорослями, то она часто может довольно долго сохраняться в той банке, в которую были произведены сборы, причем пробка из нее, конечно, должна быть вынута. Если материала много, лучше перелить пробу в кристаллизатор или чашку Коха, которую следует закрыть стеклом. Пробы, богатые видами, рекомендуется разливать по трем чашкам, причем в одну из них - ничего не добавлять, в другую - прибавить свежей воды (лучше дождевой или дестиллированной*), а в третью - питательного раствора с тем, чтобы в дальнейшем изучить их все (А. А. Коршиков, 1938). Следует иметь в виду, что подвижные зеленые формы, в силу присущей им положительной фототаксичности**, через некоторое время собираются на освещенной стороне чашки, откуда их легко собрать для микроскопического исследования. Однако для полного учета водорослей, материал для изготовления препаратов полезно брать из разных мест: со дна пробы, с ее поверхности, с освещенной и с неосвещенной стороны.

* (Следует пользоваться дестиллированной водой, вторично перегнанной через стеклянный холодильник.)

** (Фототаксичными называют формы, изменяющие направление своего движения под влиянием одностороннего освещения. Положительно фототаксические формы собираются в освещенном месте.)

Препараты готовятся обычным путем: на предметное стекло наносится капля исследуемой жидкости, накрываемая покровным стеклом. По мере подсыхания препарата (при длительном его исследовании), жидкость иногда приходится прибавлять, помещая каплю ее рядом с покровным стеклом, под которое она, в силу капиллярности, быстро всасывается, после чего избыток жидкости с предметного стекла удаляется тряпочкой или фильтровальной бумагой. Для уменьшения испарения иногда полезно края покровного стекла, со стороны, прилежащей к предметному стеклу, покрыть тонким слоем парафина. Наконец, в случае необходимости прервать работу, препараты следует оставлять во влажной камере*. Можно помещать каплю с материалом и на покровное стекло. Для этого оно берется пинцетом и прикладывается к поверхности исследуемой жидкости, после чего избыток ее сбрасывается и оно накладывается на предметное стекло каплей вниз. Если нужно, - применяется парафин, как только что указано.

* (Влажная камера готовится следующим образом. Стеклянный колпак выстилается изнутри влажной фильтровальной бумагой и ставится на тарелку, выложенную обильно смоченной фильтровальной бумагой или песком. Препараты помещаются под колпак на специальной этажерке, которую можно заменить любой подставкой.)

При изучении некоторых водорослей в живом состоянии (особенно, подвижных) хороший результат дает метод висячей капли, позволяющий производить наблюдения над одним и тем же препаратом в течение 2-3 недель. Препараты по этому методу готовятся так. На вполне чистое покровное стекло пипеткой наносится маленькая капля исследуемой жидкости, слегка размазывается, после чего покровное стекло накладывается (каплей вниз) на специальное предметное стекло с ямкой по середине. Капля не должна касаться дна ямки или стекать при медленном поворачивании препарата. Покровное стекло приклеивается к предметному с помощью парафина или минерального (например, парафинового) масла*, которые - в случае кратковременного исследования - можно заменить небольшим количеством воды**. При отсутствии специальных предметных стекол с ямкой используют простые, приклеивая к ним невысокие стеклянные кольца, на которые накладывают предметные стеклышки, каплей вниз. Можно применять и следующий, еще более простой способ. Капля жидкости с исследуемой формой помещается на обычное предметное стекло и накрывается покровным. В четырех углах последнего (между предметным и покровным стеклом) располагаются четыре пластинки обычной ряски, играющие роль ножек и имеющие также значение обогатителей воды кислородом (вследствие происходящего в них фотосинтеза), что способствует длительности сохранения водорослей. Подобные препараты, во избежание подсыхания, следует держать во влажной камере, где они иногда хорошо сохраняются в течение нескольких месяцев.

* (Менее удобен для этой цели, но может также применяться вазелин.)

** (Можно воспользоваться и слюной.)

Наиболее удобным фиксатором при работах по морфологии и систематике водорослей, как мы уже указывали, является формалин. Обычно применяется 2-4% раствор. Исходя из того, что продажный формалин 40%, следует разбавлять его в 10-20 раз. Фиксацию удобно производить в той банке, в которую собран материал. Для этого часть жидкости (если ее слишком много) сливается и к пробе прибавляется (лучше по каплям) продажный формалин в количестве 1/20-1/10 объема оставшейся жидкости. Для равномерного распределения формалина банку взбалтывают и плотно закупоривают. Часто присутствующая в формалине примесь муравьиной кислоты, при долгом хранении материала, плохо отзывается на его сохранности. О способе ее нейтрализации см. ниже (см. ниже). Если пробу не предполагается изучать в живом виде, фиксировать формалином лучше сразу, на месте сбора. При длительном хранении материала пробки в банках с формалиновыми пробами следует залить каким-либо составом, препятствующим испарению жидкости. Для этой цели удобен парафин с добавлением небольшого количества воска. Парафин с воском расплавляется в фарфоровой чашке, после чего закупоренная банка с пробой переворачивается кверху дном и верхняя часть горлышка вместе с пробкой опускается в расплавленную смесь. На вынутой банке смесь эта быстро твердеет.

Другой широко известный фиксатор - спирт (70-80°) - для водорослей мало пригоден, так как вызывает сильную дезорганизацию содержимого клеток, вследствие чего фиксированные спиртом водоросли оказываются часто вовсе неопределимыми. Прибегать к нему не рекомендуется.

Фиксация может производиться и в препарате. Мы уже отметили, что иногда для этой цели применяется раствор иода в иодистом кали. Можно также пользоваться и другими фиксаторами, например, осмиевой кислотой (1%)*. При фиксации в препарате сбоку покровного стекла помещается капля фиксатора, а с противоположной стороны вода из-под покровного стекла отсасывается с помощью фильтровальной бумаги, в результате чего фиксатор входит под покровное стекло, заменяя воду.

* (Осмиевая кислота легко разлагается на свету и поэтому хранить ее следует в темноте в склянке из темного стекла.)

Осмиевую кислоту можно применять и иначе, используя ее пары (что часто дает лучшие результаты). Фиксация в этом случае производится так. Непокрытую покровным стеклом каплю жидкости с материалом на предметном стекле держат одну минуту опрокинутой над раскрытой склянкой с осмиевой кислотой. Затем стекло снимают, переворачивают каплей кверху, держа ее некоторое время открытой для испарения паров осмиевой кислоты, после чего закрывают покровным стеклом. Этот способ фиксации специально применяется для обнаружения жгутов, которые становятся ясно видимыми часто даже без специальной окраски.

Наконец, некоторые водоросли хорошо сохраняются в сухом состоянии. К их числу относятся, прежде всего, многие представители аэрофитона. Хорошо выдерживают высушивание также водоросли, образующие много слизи, в том числе и обитатели воды. Таковы, особенно, синезеленые водоросли. Будучи размочены для приготовления препарата, они почти не отличаются от свежесобранных. Для хранения микроскопических форм в сухом состоянии нередко пользуются следующим приемом. Тем или иным способом (путем испарения воды или отстаивания осадка, пропусканием через мельничное сито и т. п.) проба концентрируется в небольшом количестве воды. Концентрат переносится на плотную белую бумагу или слюдяную пластинку и возможно быстрее высушивается на воздухе. Более крупные нитчатки сначала помещают в таз с водой, выделяют небольшую дерновинку и подводят под нее лист плотной бумаги. С помощью препаровальных игл расправляют дерновинку на бумаге, а затем бумагу осторожно вытаскивают и высушивают на воздухе. Однако при таком способе хранения хроматофоры в большинстве случаев деформируются. Харовые водоросли можно сушить в гербарных сетках так же, как и высшие растения. Для исследования под микроскопом сухой материал размачивается в часовом стеклышке или на предметном стекле и из него делается обычный препарат. Полезно прибавить к воде молочной кислоты, что иногда способствует возвращению клеткам и нитям их нормального облика.

При изучении препаратов водорослей часто приходится прибегать к некоторым реактивам и краскам, из которых мы укажем здесь только главнейшие.

Из реактивов наиболее употребительны хлор-цинк-иод, едкое кали, молочная кислота и раствор иода в йодистом кали (раствор Люголя). Хлор-цинк-иод является реактивом на клетчатку (целлюлозу), которая под его влиянием окрашивается в фиолетовый цвет, что во многих случаях служит важным систематическим признаком. Едкое кали (5%-ый раствор) способствует просветлению препарата. Молочная кислота применяется для декальцинирования водорослей, инкрустированных известью или живущих внутри известковых пород (сверлящие водоросли). Она также просветляет препарат. Раствор иода в йодистом кали служит общеизвестным реактивом на крахмал (синяя окраска). Для выявления слизи (иногда плохо заметной в воде) пользуются тушью, которая не проникает внутрь слизи; делая ее тем самым хорошо заметной.

Что касается красок, то для прижизненного окрашивания наиболее употребительны сильно разведенные растворы (0,01% и еще менее) нейтральной красной (нейтральрот) и метиленовой синьки. Многие другие краски дают хороший результат только после специальных методов фиксации. Формалиновый материал перед окраской следует промывать в воде, после чего - если промывка была достаточно тщательной - удается добиться неплохого результата. Так, для окрашивания ядра можно применять квасцовый кармин, гематоксилин Бёмера и др. Окраска продолжается несколько минут (5-10 минут). Продолжительность окраски (различная для разных объектов) устанавливается каждый раз опытным путем. Окрашенные водоросли можно рассматривать в воде и в водном глицерине. Если объект перекрашен, можно оттянуть избыток краски слабым (0,1-0,05%) раствором соляной кислоты, осторожно прибавляемой к препарату, причем интенсивность окраски контролируется под микроскопом и таким образом доводится до желаемой степени. После действия соляной кислотой объект следует промыть в воде. Слизь хорошо окрашивается многими анилиновыми красками (сафранин, генцианвиолет, анилин Ганштейна и др.). Для окраски жгутов, после фиксации парами осмиевой кислоты (см. выше), можно также пользоваться анилином Ганштейна и т. д. Список некоторых основных реактивов и красок и способы их приготовления приводятся ниже.

Для сохранения препаратов на длительное время материал заключается в твердую среду, в качестве которой употребляются глицерин-желатин и канадский бальзам. Глицерин-желатин легко расплавляется при слабом нагревании и снова быстро застывает при комнатной температуре. Для изготовления постоянного препарата водоросль предварительно помещают из воды в каплю оводненного глицерина и в этом состоянии выдерживают, чтобы вода из капли испарилась и глицерин сгустился. Когда материал подготовлен, капля расплавленного глицерин-желатина наносится на нагретое предметное стекло. В каплю помещаются водоросли, и она закрывается покровным стеклом. После полного застывания глицерин-желатина покровное стекло рекомендуется обвести по краям каким-либо лаком или другим составом для предотвращения подсыхания среды*. Изготовленные таким образом препараты могут сохраняться в течение нескольких лет.

* (Для этой цели лучше всего воспользоваться смесью канифоли с воском: 7-9 весовых частей канифоли смешиваются при нагревании с 2 весовыми частями воска до образования однородной массы. При комнатной температуре эта смесь застывает. Для окантования препарата она расплавляется нагреванием и с помощью стеклянной палочки или спички наносится узкой полоской вокруг покровного стекла у его краев. После этого препарат следует осторожно нагреть до разжижения глицерин-желатина и дать ему остыть.)

Препараты в канадском бальзаме сохраняются еще дольше. Однако в практике работы по систематике водорослей они применяются реже. Перед перенесением в канадский бальзам объекты должны быть полностью обезвожены (действием абсолютного спирта или карбол-ксилола с последующим проведением через гвоздичное масло или ксилол)*. Тонкие неокрашенные объекты, пропитываясь канадским бальзамом, становятся прозрачными и плохо видимыми.

* (В абсолютный (100°) спирт (или карбол-ксилол) объект может быть помещен из воды только после предварительного его проведения через спирты возрастающей крепости (50°-70°-96°). Из абсолютного спирта объект переносится в гвоздичное масло (или ксилол), способствующие его просветлению, а оттуда - в канадский бальзам.)

предыдущая главасодержаниеследующая глава





© Злыгостев Алексей Сергеевич, подборка материалов, оцифровка, статьи, оформление, разработка ПО 2010-2017
При копировании материалов проекта обязательно ставить активную ссылку на страницу источник:
http://volimo.ru/ "VoLiMo.ru: Водоросли, лишайники, мохообразные в промышленности"